Prácticas ampliación de biología -3º trimestre-

24/5/16

EXTRACCIÓN "CASERA" DE ADN

1.Extraccion "casera" de ADN vegetal

Materiales

• Cebolla
• Agua destilada
• Arena
• Mortero
• Marcador de vidrio
• Papel secante
• Pipetas
• Pipeteadores
• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Centrífuga
• Alcohol etílico frío
• Solución tampón
• Varilla

Técnica

*Lo primero que haremos será realizar nuestra solución tampón con los siguientes elementos:

• 120ml de agua destilada
• 5g de bicarbonato sódico
• 1-2g de sal de mesa
• 5ml de jabón

1. Cogemos nuestra cebolla y la cortaremos en trocitos lo más pequeño posible.
2. Echaremos estos trozos de cebolla en el mortero y con ayuda de la arena y el agua destilada la trituraremos.
3. Cogeremos un tubo de ensayo en el que añadiremos 5ml de la solución tampón y 5ml del triturado celular.
4. Agitaremos para que se mezcle y centrifugaremos a baja velocidad.
5. Tras la centrífuga retiraremos 5ml del nuestra mezcla a otro tubo de ensayo.
6. A este tubo de ensayo le añadiremos 10ml de alcohol etílico frío. (Debemos echar el alcohol por las caras internas del tubo de ensayo).
7. El alcohol quedará flotando sobre el tampón.
8. Introduciremos una varilla hasta la separación de estos y la moveremos de un lado a otro.
9. Observamos los resultados.

Resultados

Vemos como los hilos de ADN se van enrollando en la mitad del tubo de ensayo.

Cebolla

Triturando la cebolla

Centrífuga





2. Extracción "casera" de ADN animal

27/5/16

Materiales

• Hígado de pato
• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Pipetas
• Pipeteadores
• Papel secante
• Marcador de vidrio
• Agua destilada
• Mortero
• Arena
• Varilla
• Alcohol etílico frío
• Vasos de precipitados

Técnica

1. Cogemos nuestro hígado de pato y lo cortamos en cuadraditos.
2. Echamos este hígado en el mortero y con ayuda del agua destilada y la arena lo trituraremos.
3. Cogemos un tubo de ensayo y lo etiquetamos con el marcador de vidrio.
4. Echaremos en él 5ml del triturado celular y 5ml de nuestra solución tampón.
5. Agitamos para que se mezcle y retiramos en un segundo tubo de ensayo 5ml de nuestra mezla.
6. Añadiremos 10ml de alcohol etílico frío, lo echaremos por las paredes internas del tubo de ensayo.
7. El alcohol quedará flotando sobre la solución tampón.
8. Sin hacer uso de la varilla dejamos reposar el tubo 1 día.
9. Observamos los resultados

Resultados

Materiales

Triturando el hígado

Vemos como los hilos de ADN se van organizando en cuanto a la mitad del tubo de ensayo, en medio del alcohol y la solución tampón.

Prácticas ampliación de biología -3ºtrimestre-

20/5/16

3. RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS

3.1. Saponificación

Materiales

• Gradillas
• Pipetas
• Pipeteadores
• Agua
• Papel secante
• Marcador de vidrio
• 1 tubo de ensayo
• Vasos de precipitados
• Aceite de oliva
• Mechero
• Solución de NaOH al 20%

Técnica

1. Marcamos el tubo de ensayo con el marcador de vidrio.
2. Añadimos 2ml de aceite de oliva.
3. Añadimos 2ml de NaOH al 20%.
4. Agitamos para que se mezcle.
5. Ponemos el tubo al baño María durante 20-30min.
6. Dejar reposar el tubo hasta el próximo día.
7. Observar los resultados.

Resultados

Materiales

Antes de calentar 

Calentando al baño María.
Finalmente vimos como en el tubo se habían formado dos capas.



3.2. Tinción

Materiales

• Gradilla
• Pipetas
• Pipeteadores
• 2 tubos de ensayo
• Papel secante
• Aceite de oliva
• Tinta china roja
• Sudán III
• Marcador de vidrio

Técnica

1. Marcar cada tubo de ensayo con el marcador de vidrio.
2. Añadir 2ml de aceite a cada uno de los tubos de ensayo.
3. En uno de los tubos echaremos 4-5 gotas de tinta roja.
4. En el tubo restante echaremos 4-5 gotas de Sudán III.
5. Agitaremos cada tubo.
6. Observaremos los resultados.

Resultados

Observamos como a la derecha, el Sudán III es capaz de teñir todo el aceite y la tinta roja, a la izquierda, no es capaz de teñirlo ya que se irá depositando en el tubo sobre la tinta roja.


3.3. Solibilidad

Materiales

• Gradilla
• Pipetas 
• Pipeteadores
• Papel secante
• 2 tubos de ensayo
• Marcador de vidrio
• Aceite de oliva
• Acetona
• Agua

Técnica

1. Marcamos los dos tubos correspondientes con el marcador de vidrio.
2. En el primer tubo añadiremos 2ml de aceite y 2ml de agua.
3. En el segundo tubo añadiremos 2ml de aceite y 2ml de acetona.
4. Agitamos para que se mezcle.
5. Dejamos reposar los tubos.
6. Observamos los resultados.

Resultados

En la foto superior observamos como el acetona con el aceite se mezcla en cambio con el agua no, y ésta se va depositando arriba.

En cambio en la foto inferior vemos el efecto de agitar el agua y el aceite, este se va depositando arriba.

Prácticas ampliación de biología -3º trimestre-

17/5/16

En esta clase seguimos realizando el trabajo del segundo grupo, reconocimiento de prótidos.

2.1. Coagulación de las proteínas

Fundamento

Las proteínas debido al gran tamaño de sus moléculas forman con el agua soluciones coloidales que pueden precipitar formando coágulos al ser calentadas a temperaturas mayores de 70ºC. Esta coagulación es irreversible, por lo que no vuleven al estado del principio.

Técnica

1. Colocar en 3 tubos de ensayo 2-3ml de leche.
2. Calentar el 1º tubo al baño maría.
3. Al segundo tubo le añadiremos 2-3ml de HCl concentrado.
4. Al tercer tubo le añadiremos 2-3ml de alcohol etílico.
5. Observar los resultados.

Resultados:

Materiales

Materiales

Calentando la leche

Observamos que en el tubo caliente la leche se había cortado y en el tercer tubo el alcohol se había depositado en el centro del tubo de ensayo.

20/5/16

Este día realizamos la segunda parte del segundo experimento.

*Los materiales utilizados son los mismos que los explicados al principio de este trabajo.

2.2. Reacciones coloreadas específicas

Fundamento

Entre las reacciones coloreadas específicas destaca la reacción de Biuret que la producen péptidos y proteínas pero no los aminoácidos. El reactivo de Biuret lleva sulfato de Cobre (II) y sosa, todo esto se coordina con los enlaces peptídicos formando un complejo de color violeta (Biuret).

Técnica

1. Colocamos en un tubo de ensayo 3ml de solución de albúmina al 1-2%.
2. Colocamos en un segundo tubo de ensayo 3ml de agua.
3. Colocamos en un tercer tubo de ensayo 3ml de leche.
4. Colocamos en un cuarto tubo de ensayo 3ml de sacarosa.
5. Añadimos a cada tubo 4-5 gotas de solución de sulfato de cobre (II) al 1%.
6. Añadimos a cada tubo 3ml de solución de NaOH al 20%.
7. Agitamos cada tubo para que se mezcle bien.
8. Observamos los resultados.

Resultados

Observamos como las preparaciones con agua y sacarosa han dado negativo, en color azul a los extremos y la de leche y albúmina positivo, en morado, en el centro.

*En la foto de arriba podemos observar los materiales.




También tuvimos que responder unas preguntas acerca de este trabajo:

1. ¿Cómo se manifiesta la desnaturalización de la clara de huevo? Se fríe.
2. ¿Cuál de los tres agentes utilizados tiene mayor poder de desnaturalización? La albumina.
3. ¿Cómo podríamos saber que una sustancia desconocida es una proteína? Con la reacción de Biuret.
4. ¿Qué colorización da la reacción Biuret? Violeta.
5. ¿Una proteína coagulada podría dar la reacción Biuret?
6. Si se realiza la reacción de Biuret sobre un aminoácido como la Glicina, ¿es positiva o negativa? ¿por qué? Negativa porque esta reacción solo es para péptidos.

Prácticas ampliación de biología -3º trimestre-


13/5/16

Hoy hemos empezado la segunda de las tres prácticas propuestas.

2. RECONOCIMIENTO DE PRÓTIDOS

Materiales:

• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Mechero
• Vasos de precipitados
• Pipetas
• Solución HCl precipitado 
• Solución sulfato de cobre al 1%
• Alcohol etílico
• NaOH al 20%
• Clara de huevo o leche 
• Solución de albúmina al 1-2%

Además en esta clase hemos construido diferentes aminoácidos para construir peptidos.

Aminoácido 1:

4 hidógenos: blanco

2 carbonos: negro

1 nitrógeno: azul

2 oxígenos: rojo

Enlaces grises: individuales

Enlaces verdes: dobles

Aminoácido 2: 

4 hidrógenos: blanco

2 carbonos: negro

1 nitrógeno: azul

2 oxígenos: rojo

Enlaces grises: individuales

Enlaces verdes: dobles

Dipéptido+molécula H2O:

Resultado de juntar los dos aminoácidos.

Una molécula de agua se desprende.

*El enlace peptídico es el que se encuentra entre el amoniaco y el carbono con enlace doble.

Aminoácido 3:

4 hidrógenos: blanco

2 carbonos: negro

1 nitrógeno: azul

2 oxígenos: rojo

Enlaces grises: individuales

Enlaces verdes: dobles

Tripéptido:

Resultado de unir tres aminoácidos.

Se desprenden dos moléculas de agua.

Péptido:

Resultado de unir 9 aminoácidos.

Se desprenden 8 moléculas de agua, siempre una menos que el número de aminoácidos que unimos.

Prácticas ampliación de biología -3º trimestre-


6/5/16

*1.4.Romper el almidón

Este experimento no entraba dentro de nuestra práctica pero el profesor nos lo propuso.

Materiales:

• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Mechero
• Pinzas 
• Papel secante
• Marcador de vidrio
• Pipetas
• Pipeteadores
• Solución de almidón al 5%
• Ácido sódico
• Ácido clorhídirco
• Agua
• Pan
• Fehling A
• Fehling B 

Fundamento:

En esta práctica lo que queríamos era romper el almidón a través de NaOH, HCl, pan, o enzimas propias de la boca. Tras la técnica si la solución queda de color rojo habremos roto el almidón, en el caso contrario no lo habremos hecho. Tendremos esta hipótesis: si el almidón está formado por glucosa entonces dará positiva la reacción de Fehling. Cosa que hemos comprobado que es falsa.

Técnica 1:

1. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
2. Añadimos 3ml de solución de almidón al 5%.
3. Incorporamos 1ml de NaOH.
4. Calentamos al fuego 1min.
5. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B.
6. Observamos los resultados.

Técnica 2:

1. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
2. Añadimos 3ml de solución de almidón al 5%.
3. Incorporamos 1ml de HCl.
4. Calentamos durante 1min.
5. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B.
6. Observamos los resultados.

Técnica 3:

1. Cogemos un trozo de pan y lo masticamos durante 5min.
2. Nos enjuagamos con agua y depositamos la mezcla en un recipiente.
3. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
4. Añadimos 3ml de la solución de miga de pan+agua.
5. Calentamos durante 1 min.
6. Añadimos 1ml de Fehling A y 1 ml de Fehling B.
7. Volvemos a calentar.
8. Observamos los resultados.

Resultados:

Vemos como en el tubo de la izquierda, añadiéndole NaOH no hemos conseguido romper el almidón, en el tubo siguiente el color es más rojizo porque el almidón se va degradando y en el cuarto tubo nos da positivo ya que al añadirle enzimas propias rompemos el almidón.


1.5. Volvemos a romper el almidón

Materiales:

• Gradilla
• Tubos de ensayo
• Pinzas
• Cuentagotas
• Papel secante
• Solución de almidón al 5%
• Ácido clorhídrico
• Lugol
• Marcador de vidrio
• Mechero
• Pipetas
• Pipeteadores

Fundamento:

Con esta práctica queremos comprobar si podemos romper el almidón dependiendo de la cantidad de ácido clorhídrico (HCl) que añadamos.

Técnica 1:

1. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
2. Añadimos con ayuda de la pipeta 3ml de la solución de almidón al 5%.
3. Incorporamos 2ml de HCl.
4. Calentamos al fuego 2min.
5. Añadimos 3 gotas de lugol con ayuda del cuentagotas.
6. Volvemos a calentar.
7. Observamos los resultados.

Técnica 2:

1. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
2. Añadimos con ayuda de la pipeta 3ml de la solución de almidón al 5%.
3. Incorporamos 3ml de HCl.
4. Calentamos al fuego 2min.
5. Añadimos 3 gotas de lugol con ayuda del cuentagotas.
6. Volvemos a calentar.
7. Observamos los resultados.

Resultados

Vemos como ninguno de los dos tubos (color azul y color morado) se han convertido en rojo por lo que no hemos conseguido romper el almidón.

Prácticas ampliación de biología -3º trimestre-


22/4/16

1.2. Hidrólisis de la sacarosa

Materiales:

• Gradilla
• Papel secante
• Mechero
• Pinzas
• 1 tubo de ensayo
• Cuentagotas
• Solución de sacarosa al 5%
• CIH diluido
• Fehling A
• Fehling B
• Solución alcalina

Fundamento:

Esta práctica consiste en romper la sacarosa. Con Fehling A y B comprobamos que en ella no había azucares reductores. En este experimento nos proponen averiguar si la rompemos añadiéndole CIH diluido, la solución alcalina y posteriormente el Fehling A y B. Por tanto si después de calentar, nuestra solución queda azul o verde el resultado será negativo y si la solución cambia a color rojo, el resultado será positivo y habremos roto la sacarosa.

Técnica:

1. Cogemos un tubo de ensayo y añadimos 3ml de la solución de sacarosa al 5%.
2. Añadimos 10 gotas de CIH diluido con el cuentagotas.
3. Calentamos al fuego 5 minutos.
4. Dejamos enfriar.
5. Añadimos 3ml de solución alcalina (se realiza mezclando 20g de NaOH y 80g de agua).
6. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B.
7. Observamos los resultados.

Resultados: 

El tubo de esta práctica se encuentra a la derecha, por lo que hemos roto la sacarosa (color rojo).

3/5/16

1.3. INVESTIGACIÓN DE POLISACÁRIDOS (ALMIDÓN)

Materiales:

• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Mechero
• Pinzas
• Papel secante
• Pipetas 
• Pipeteadores
• Solución de almidón al 5%
• Lugol
• Betadine
• Marcador de vidrio
• Cuentagotas

Fundamento:

El almidón esta formado por dos componentes, la amilosa y la amilopectina. Esta práctica nos propone comprobar como este almidón no tiene poder reductor. Lo haremos añadiendo lugol y betadine en el segundo caso. Si nuestro experimento está bien efectuado nuestras soluciones deben quedar de color azul o en el caso del betadine de color negro.

Técnica 1:

1. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
2. Colocamos 3ml de la solución de almidón al 5%.
3. Añadimos 3 gotas de lugol con el cuentagotas.
4. Observar y anotar los resultados.
5. Calentamos al fuego 1-2 min.
6. Enfriamos el tubo bajo el grifo y a los 3min observamos.

Técnica 2:

1. Cogemos un tubo de ensayo y lo marcamos con su etiqueta.
2. Colocamos 3ml de la solución de almidón al 5%.
3. Añadimos 3 gotas de betadine con el cuentagotas.
4. Observar y anotar los resultados.
5. Calentamos al fuego 1-2min.
6. Enfriamos el tubo bajo el grifo y a los 3min observamos.

Resultados:

Vemos como tal y como nos proponían, el tubo de la derecha, caliente se encuentra blanco y al enfriar se encontró azul y el de la izquierda, con betadine, ya enfriado se encuentra de color negro.

Prácticas ampliación de biología -3º trimestre-



GRUPO: KUANSA
COMPONENTES:

• Ana Sánchez Sierra (controladora)
• Sandra Vaquero Portocarrero (moderadora)
• Andrea Calzada Serrano (secretaria)
• Andrea Hernández Hernández (portavoz)

Fuentes de información:

• Wikipedia
• RAE

1.RECONOCIMIENTO DE GLÚCIDOS

Materiales:

• Tubos de ensayo
• Gradilla 
• Pinzas
• Mechero
• Pipetas
• Solución de Lugol
• Solución de Fehling A y B
• Solución alcalina
• CIH diluido
• Soluciones al 5%  de glucosa, lactosa, fructosa, sacarosa y almidón.

1/4/16

El primer día de las prácticas el profesor nos entregó los trabajos que debíamos realizar cada grupo, a nosotras nos tocó el reconocimiento de glúcidos a través de 3 prácticas diferentes. Ya que nuestro grupo ha sido el primero en realizar las prácticas, nuestro deber a sido explicarle a nuestro compañeros lo que vamos a realizar en cada experimento. A través de esto nos surgieron algunas dudas como:
- ¿Qué es un monosacárido
- ¿Qué es un azúcar reductor?
- ¿Qué es el Fehling A y B?
- ¿Qué es una reacción redox?
- ¿Qué son los disacáridos?
- ¿Qué significa hidrólisis?
- ¿Qué es un polisacárido?
- ¿Que son los carbonos anoméricos libres?
- ¿Qué es la amilosa?
- ¿Qué es una solución alcalina?


5/4/16

El segundo día ante las dudas que nos habíamos planteado en la clase anterior, al empezar resolvimos todas las respuestas a esas preguntas dadas para poder empezar a realizar la práctica conociendo cada término de esta.
También intodujimos algo de formulación a través de moléculas, y para ello, el profesor nos propuso construir una molécula de glucosa. Para ello utilizamos:

• Oxígeno: amarillo
• Hidrógeno: blanco
• Carbono: rojo
• Enlaces grises: individuales
• Enlaces verdes: dobles

Resultado

19/4/16

El tercer día comenzamos la primera de las partes de nuestra práctica sobre los glúcidos, era:

1.1. Estudio de azúcares reductores

Materiales:

• Báscula
• Cuchara
• Probeta
• 5 matraces
• Borafilm
• Agua
• Fructosa
• Lactosa
• Glucosa
• Almidón
• Sacarosa

Fundamento:

Resumiendo esta parte, la práctica dice que la mayoría de los monosacáridos y disacáridos tienen un poder reductor que se presenta a través de reacciones redox. De esta manera, cuando la reacción se produzca si nuestra solución mantiene el color azul o verde el resultado será negativo y si cambia de color a rojo la reacción será positiva, por lo que habrá azúcares reductores.

Procedimiento:

Lo primero que hicimos fue preparar las soluciones al 5% de la fructosa, lactosa, glucosa, almidón y sacarosa.

       Solución al 5% de fructosa

Añadiendo la fructosa al matraz

•  Cogemos la báscula y ponemos uno de los matraces sobre esta marcado con su etiqueta.
• Vamos añadiendo fructosa al matraz hasta llegar a los 5g.
• Incorporamos agua hasta llegar a los 100g de solución.
• Agitamos el matraz hasta que la mezcla quede disuelta.
• Tapamos con un borafilm.

*A continuación haremos las soluciones de sacarosa, almidón, lactosa y glucosa de la misma forma y siguiendo los mismos pasos que en la de la fructosa.

22/4/16

Empezaremos la técnica:

1. Pondremos en un tubo de ensayo 3ml de la solución de fructosa.
2. Añadiremos 1ml de Fehling A a nuestra solución.
3. Añadiremos 1ml de Fehling B también.
4. Calentaremos al fuego.
5. Observaremos los resultados.

*Después de haber echado 3ml de fructosa, lo haremos con las otras cuatro sustancias en cuatro tubos diferentes siguiendo los mismos pasos citados arriba. Otro de los tubos lo utilizaremos para ver si hay azúcares reductores en el agua.

Resultados

Calentando la solución de glucosa

Soluciones al 5%

Lactosa: positivo, sí hay azúcares reductores
Glucosa: positivo, sí hay azúcares reductores
Fructosa: positivo, sí hay azúcares reductores
Sacarosa: negativo, no hay azúcares reductores
Almidón: negativo, no hay azúcares reductores
Prueba (agua): negativo, no hay azúcares reductores